實驗動物各種體液、骨髓的采集方法

實驗動物各種體液、骨髓的采集方法

一、消化液的采集
(一) 唾液
1. 直接抽取法 在急性實驗中， 可用吸管直接插入動物口腔或唾液腺導管抽吸唾液，此法非常簡單，但從口腔抽吸唾液會有雜質混入。
2. 製造腮腺瘺法在慢性實驗中,收集狗的唾液，要用外科手術方法將腮腺導管開口移向體外，即以腮腺導管為中心，切成一直徑約2～3cm的圓形粘膜片，將此粘膜片，與周圍組織分開，穿過皮膚切口引到頰外,將帶有導管開口的粘膜片與周圍的皮膚縫合,腮腺分泌的唾液就流出頰外。這種方法可以收集到較純淨的唾液。
(二)胃液 
1. 直接收集胃液法急性實驗時，先將動物麻醉，將插胃管經口插入胃內,在灌胃管的出口連一注射器，用此注射器可收集到胃液,此法適用於狗等大型動物。如是大鼠,需手術剖腹，從幽門端向胃內插入一塑料管，再由口腔經食道將一塑料管插入前胃，用pH7.5、35℃左右的生理鹽水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，進行分析。
2. 製備胃瘺法在慢性實驗中,收集胃液多用胃瘺法,如全胃瘺法、巴氏小胃瘺法、海氏小胃瘺法等。製備小胃是將動物的胃分離出一小部分，縫合起來形成小胃，主胃與小胃互不相通，主胃進行正常消化，從小胃可收集到純淨的胃液。應用該法，可以待動物恢複健康後，在動物清醒狀態下反複采集胃液。
(三)胰液和膽汁
在動物實驗中，主要是通過對胰總管和膽總管的插管而獲得胰液或膽汁。狗的胰總管開口於十二指腸降部，在緊靠腸壁處切開胰管，結紮固定並與導管相連，即可見無色的胰液流入導管。大鼠的胰管與膽管彙集於一個總管，在其入腸處插管固定，並在近肝門處結紮和另行插管，可分彆收集到胰液和膽汁。
有時也可通過製備胰瘺和膽囊瘺來獲得胰液和膽汁。 

二、腦脊液的采集
(一)狗、兔腦脊液的采集通常采取脊髓穿刺法：穿刺部位在兩髂連線中點稍下方第七腰椎間隙。動物輕度麻醉後，側臥位固定，使頭部及尾部向腰部儘量彎曲，剪去第七腰椎周圍的被毛。**後操作者在動物背部用左手姆、食指固定穿刺部位的皮膚，右手持腰穿刺針垂直刺入，當有落空感及動物的後肢跳動時，表明針已達椎管內(蛛網膜下腔)，抽去針芯,即見腦脊液流出。如果無腦脊液流出，可能是冇有刺破蛛網膜。輕輕調節進針方向及角度，如果腦脊液流的太快，插入針芯稍加阻塞，以免導致顱內壓突然下降而形成腦疝。 
(二)大鼠腦脊液的采集可采用枕大孔直接穿刺法 
在大鼠麻醉後，頭部固定於定向儀上。頭頸部剪毛、**，用手術刀沿縱軸切一縱行切口(約2cm)用剪刀鈍性分離頸部背側肌肉。為避免出血，*深層附著在骨上的肌肉用手術刀背刮開，暴露出枕骨大孔。由枕骨大孔進針直接抽取腦脊液。抽取完畢逢好外層肌肉、皮膚。刀口處可撒些磺胺藥粉，防止感染。采完腦脊液後，應注入等量的**生理鹽水，以保持原來腦脊髓腔的壓力。

三、骨髓的采集
1.大鼠、小鼠骨髓的采集：用頸椎脫臼法處死動物,剝離出胸骨或股骨，用注射器吸取少量的Hank平衡鹽溶液，衝洗出胸骨或股骨中全部骨髓液。如果是取少量的骨髓作檢查，可將胸骨或股骨剪斷，將其斷麵的骨髓擠在有稀釋液的玻片上，混勻後塗片涼乾即可染色檢查。
2. 大動物骨髓的采集：狗等大動物骨髓的采集可采取活體穿刺方法。先將動物麻醉、固定、局部除毛、**皮膚，然後估計好皮膚到骨髓的距離，把骨髓穿刺針的長度固定好。操作人員用左手把穿刺點周圍的皮膚繃緊，右手將穿刺針在穿刺點垂直刺入，穿入固定後，輕輕左右旋轉將穿刺針鑽入，當穿刺針進入骨髓腔時常有落空感。狗骨髓的采集，一般采用髂骨穿刺。
狗等大動物常用的骨髓穿刺點：胸骨：穿刺部位是胸骨體與胸骨柄連接處。肋骨：穿刺部位是第5～7肋骨各點的中點。脛骨：穿刺部位是股骨內側、靠下端的凹麵處。如果穿刺采用的是肋骨，穿刺結束後要用膠布封貼穿刺孔，防止發生氣胸。 

四、腹水的采集
抽取狗等大動物腹水，讓狗按自然站立位固定，穿刺部位在恥骨前緣與臍之間，腹中線兩側。剪毛**，局部浸潤麻醉。操作者左手姆、食指緊繃穿刺部位的皮膚，右手控製穿刺深度做垂直穿刺。注意不可刺的太深，以免刺傷內臟。穿刺針進入腹腔後，腹水多時可見因腹壓高而自動流出。腹水太少可輕輕回抽，並同時稍稍轉動一下針頭，一旦有腹水流出，立即固定好針頭及注射器的位置連續抽取。
抽取大鼠、小鼠的腹水方法簡單，用左手拇指及食指捏住動物頸部皮膚，無名指、小手指及手掌夾住其尾巴固定好動物，使其腹部略朝上，在腹股溝和腹中線之間，**皮膚,用8號針頭刺入腹腔,如腹壓高腹水自然流出，如腹水太少，可借助注射器抽取。
抽腹水時注意不可速度太快，腹水多時不要一次大量抽出，以免因腹壓突然下降導致動物出現循環功能障礙等問題。
五、尿液的采集
常用的采集方法較多，一般在實驗前需給動物灌服一定量的水。
(一)代謝籠法：此法較常用，適用於大、小鼠。將動物放在特製的籠內。動物排便時，可以通過籠子底部的大小便分離漏鬥將尿液與糞便分開，達到采集尿液的目的。
由於大、小鼠尿量較少，操作中的損失和蒸發，各鼠膀胱排空不一致等原因，都可造成較大的誤差，因此一般需收集5小時以上的尿液，*後取平均值。 
(二)導尿法：常用於雄性兔、狗。動物輕度麻醉後，固定於手術台上。由尿道插入導尿管(頂端應用液體石蠟塗抹)，可以采到冇有受到汙染的尿液。
(三)壓迫膀胱法：在實驗研究中，有時為了某種實驗目的，要求間隔一定的時間，收集一次尿液，以觀察**的排泄情況。動物輕度麻醉後，實驗人員用手在動物下腹部加壓，手要輕柔而有力。當加的壓力足以使動物膀胱括約肌鬆馳時，尿液會自動由尿道排出。此法適用於兔、狗等較大動物。
(四)輸尿管插管法：動物麻醉後，固定於手術台上。剪毛、**，於恥骨聯合上緣之上在正中線做皮膚切口(長約3～4cm),沿腹中線切開腹壁及腹膜,找到膀胱翻出腹外。辨認清楚輸尿管進入膀胱背側的部位(膀胱三角)後，細心地分離出兩側輸尿管，分彆在靠近膀胱處穿線結紮。在離此結紮點約2cm處的輸尿管近腎段下方穿一根絲線。用眼科剪在管壁上剪一斜向腎側的小切口，分彆插入充滿生理鹽水的細塑料管(插入端剪成斜麵)，用留置的線結紮固定。可見到尿滴從插管中流出( 頭幾滴是生理鹽水)，塑料管的另一端與帶刻度的容器相連或接在記滴器上，以便記錄尿量。 在適用過程中應經常活動一下輸尿管插管，以防阻塞。在切口和膀胱處應蓋上溫濕的生理鹽水紗布。
(五)膀胱插管法：腹部手術同輸尿管插管。將膀胱翻出腹外後，用絲線結紮膀胱頸部，阻斷它同尿道的通路。然後在膀胱頂部避開血管剪一小口，插入膀胱漏鬥，用絲線做以荷包縫合固定。漏鬥*好正對著輸尿管的入口處。注意不要緊貼膀胱後壁而堵塞輸尿管。下端接橡皮管插入帶刻度的容器內以收集尿液。
(六)穿刺膀胱法：動物麻醉後固定於手術台上，在恥骨聯合之上腹正中線剪毛，**後進行穿刺，入皮後針頭應稍改變一下角度，以避免穿刺後漏尿。
(七)剖腹采尿法：同穿刺法做術前準備，皮膚準備範圍應大一點。剖腹暴露膀胱，操作者的左手用無齒小平鑷夾住一小部分膀胱，右手持針在小鑷夾住的膀胱部位直視穿刺抽取尿液。可避免針頭貼在膀胱壁上而抽不出尿液。
(八)反射排尿法：適用於小鼠，因小鼠被人抓住尾巴提起時排便反射比較明顯。故需采取少量尿液時，可提起小鼠，將排出的尿液接到帶刻度的容器內。 

六、精液的采集
(一)人工**采集精液(semen)：體型較大的動物，如狗、豬、羊等,可用一專門的人工**套在發情的雄性動物**上，采集精液。也可將人工**置入雌性動物的**內，待動物交配完畢後，取出人工**采集精液。還可將人工**固定在雌性動物外生殖器附近，雄性動物**開始插入時,立即將其**移入人工**內，待其射精完畢後,采集人工**內的精液。
(二)**栓采集精液：大小鼠雌雄交配後，24小時內可在雌性動物**口出現白色透明的**栓，這是雄鼠的精液和雌鼠**分泌液在**內凝固而成的，取**栓塗片染色可觀察到凝固的精液。
(三)其它采集精液法：將發情的雌性動物放在雄性動物一起，當雄性動物被刺激發情後，立即將雄性動物分開，再用人工法刺激其射精。也可按摩雄性動物的生殖器或用電刺激其發情**或性敏感區，使其射精。 

七、**內液體的采集
(一)棉拭子法：用**棉拭子旋轉插入動物**內，然後在**內輕輕轉動幾下後取出，即可進行塗片鏡檢。有的適用如大、小鼠等，**液較少，取其**液時，可用先浸濕後又擠儘無菌生理鹽水的棉拭子取**液,這種棉拭子比乾棉拭子容易插入**。對體型較大的實驗動物，也可先按摩或刺激其**，而後再采集其**液。
(二)滴管法：用**的鈍頭滴管吸取少量的無菌生理鹽水插入動物**內，然後擠出生理鹽水後又吸入，反複幾次，吸取**衝洗液滴於玻片上製片、染色鏡檢。
(三)刮取法：用光滑的玻璃小勺或牛角製的小刮片慢慢插入**內，在**壁輕輕刮取一點**內含物，進行塗片鏡檢。 

八、胸水的采集
收集胸水常采用穿刺法。如果實驗不要求動物繼續存活，也可用處死動物剖胸取胸水。穿刺部位在動物脊側腋後線胸壁第11～12肋間隙穿刺較**。此部位是肺*下界之外側，既可避免損傷肺組織造成氣胸，又易采集在隔肋竇的胸水。此外，也可在腹側胸壁近胸骨左側緣第4～5肋間隙穿刺。
動物穿刺部位剪毛、**，操作者左手拇、食指繃緊肋間穿刺部位的皮膚，用帶夾的橡皮管套上12～14號針頭，沿肋骨前緣小心地垂直刺入。當有阻力消失或落空感時，表示已穿入胸腔。再接上針管，除去夾子，緩緩抽取胸水。如果有條件在穿刺針頭與注射器之間連一個三通管，但應注意正確運用三通管。穿刺結束迅速拔出針頭，輕揉穿刺部位，促進針孔閉合並注意**。
操作中嚴防空氣進入胸腔，始終保持胸腔負壓。穿刺應用手控製針頭的深度，以防穿刺過深刺傷肺臟。

實驗動物各種體液、骨髓的采集方法